HEMATOLOGIA UAX UF2
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Título del Test:
 HEMATOLOGIA UAX UF2 Descripción: Tema 2. Extensiones y Tinciones |
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El poder de resolución del microscopio se define como: El número máximo de aumentos. La capacidad de ampliar una imagen. La distancia mínima entre dos puntos para distinguirlos como separados. La intensidad de la luz. El microscopio más utilizado en hematología. Lupa simple. Microscopio electrónico. Microscopio óptico compuesto de campo claro. Microscopio de barrido. El microscopio de campo oscuro es útil principalmente para: Células teñidas con Wright. Células sin teñir o en movimiento. Identificar hierro intracelula. Observación de médula ósea teñida. El microscopio electrónico tiene un poder de resolución: Igual al óptico. 10 veces mayor. 100 veces mayor. 1000 veces mayor que el óptico. En el MET (microscopio electrónico de transmisión): La imagen se forma por señal superficial. Las muestras deben ser gruesas. Las muestras deben ser muy delgadas. Se utiliza luz visible. La cabeza del frotis sanguíneo es: La zona más fina. La zona media. La zona más gruesa y con hematíes en pila de monedas. La zona ideal para estudiar eritrocitos. La mejor zona para estudiar la morfología eritrocitaria es: Cabeza. Bordes. Cola. Zona central (cuerpo). En la cola del frotis predominan: Eritrocitos normales. Linfocitos. Leucocitos grandes. Plaquetas exclusivamente. La longitud ideal de una buena extensión es: La mitad del porta. Toda la lámina. Tres cuartas partes del portaobjetos. Solo el centro. La sangre ideal para realizar extensiones es: Sin anticoagulante. Con heparina. Con EDTA. Con citrato. No colocar el portaobjetos extensor en el ángulo correcto produce: Mejor distribución celular. Extensión homogénea. Errores en la extensión sanguínea. Mejor visualización de monocitos. Las tinciones convencionales se utilizan para: Detectar enzimas específicas. Observar células vivas sin fijación. Colorear estructuras celulares y aumentar contraste. Estudiar exclusivamente médula ósea. Las tinciones especiales: No se usan en médula ósea. Detectan actividades enzimáticas y moléculas específicas. Son todas supravitales. No tienen utilidad diagnóstica. Las tinciones supravitales se realizan sobre: Células muertas. Células fijadas. Células vivas aisladas del organismo. Tejidos en parafina. La tinción de May-Grünwald-Giemsa es: Supravital. Especial. Policroma convencional. Exclusiva de médula ósea. En May-Grünwald, el metanol actúa como: Colorante básico. Fijador. Tampón. Oxidante. En la técnica clásica de May-Grünwald-Giemsa, la solución de Giemsa actúa: 1 minuto. 2 minutos. 5 minutos. 10–15 minutos. En la técnica rápida, el tiempo de Giemsa es: 15 minutos. 10 minutos. 5 minutos. 1 minuto. La tinción de Wright: No contiene metanol. Es exclusiva de sangre periférica. Utiliza eosina y azul de metileno en un solo paso. Es supravital. La tinción panóptica rápida: Utiliza un solo reactivo. Utiliza 3 reactivos con inmersiones secuenciales. Dura 30 minutos. No necesita lavado. El azul cresil brillante se utiliza para: Hierro. Reticulocitos. Mieloperoxidasa. Carbohidratos. En la tinción supravital con azul cresil: Se fija con metanol. Se incuba a 37°C. Se tiñe médula ósea exclusivamente. No se usa EDTA. La tinción de Perls detecta: Glucógeno. Hierro intracelular. Mieloperoxidasa. Esterasas. En Perls, el hierro aparece: Rojo. Verde. Azul. Negro pardo. La tinción de la peroxidasa permite diferenciar: Serie eritroide. Serie mieloide y linfoide. Plaquetas. Reticulocitos. Las células linfoides en la peroxidasa son: Positivas. Intensamente negras. Negativas a la tinción. Azuladas. La tinción PAS detecta: Hierro. Carbohidratos y glucógeno. Esterasas. Reticulocitos. La α-naftil esterasa es útil para: Diagnosticar leucemias monocíticas. Identificar sideroblastos. Detectar hierro. Ver reticulocitos. En el examen microscópico inicial (10x-40x) se evalúa: Corpúsculos de Auer. Calidad del frotis y distribución celular. Reticulocitos. Enzimas. La zona ideal para estudiar células inmaduras es: Centro. Bordes. Extremos del frotis. Cabeza. |