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Cuando usamos el microscopio óptico, cualquier objetivo: Debe tocar el cubreobjetos para enfocar adecuadamente. Se debe introducir en la muestra para poder visualizarla adecuadamente. Tiene que meterse en el aceite de inmersión para que el aire no interfiera en el paso de la luz. Tiene marcado el aumento con el que se observa la muestra a través del objetivo.

En la preparación del gel para la electroforesis SDS-PAGE: Se forma los pocillos en el gel de separación. Se utiliza un gel concentrador con alta concentración de poliacrilamida. El agente polimerizante de la acrilamida es el 2-mercaptoetanol. El agente polimerizante es el persulfato de amonio.

El tampón de ruptura 5X empleado en la preparación de las muestras para el del se SDS-PAGE: Permite visualizar el frente de la electroforesis al contener azul de Coomasie. Se mezcla con la muestra en una proporción 1:5 para que la concentración final sea 1x. Contiene glicerol y mercaptoetanol como agentes desnaturalizantes. Proporciona mayor densidad a la muestra al contener glicerol.

En la determinación cuantitativa de proteínas por el método de Bradford: El reactivo empleado para que desarrolle color al reaccionar con las proteínas es el xilencianol. Se requiere realizar una recta patrón con una proteína, que no necesariamente debe ser similar a la que contiene la muestra. El reactivo empleado para que desarrolle color al reaccionar con las proteínas es el azul de Bromofenol. Se puede terminar directamente la concentración de proteínas, cualquiera que sea esta.

En un ensayo para determinar la concentración de proteína de una muestra por el método de Bradford, se observo que la absorbancia era superior a la del patrón de mayor concentración. ¿Seria posible determinar su concentración? ¿Cómo?. Si, extrapolando el valor de la absorbancia en la recta patrón. Si, diluyendo la muestra coloreada hasta que la absorbancia medida entre en la recta patrón y luego considerando el factor de dilución. Si, haciendo un nuevo ensayo con la muestra original mas diluida, interpolando la absorbancia y teniendo en cuenta el factor de dilución. No, no se podría hacer la determinación de esa muestra y habría que utilizar otro método para concentraciones grandes de proteína.

Si en una pipeta p1000 el indicador del volumen marca 150, estaríamos midiendo: 15 microlitros. 150 microlitros. 1500 microlitros. No es posible marcar dicho valor.

Para un ensayo debemos medir con una micropipeta automática un volumen de 21 microlitro. ¿Qué tipo de pipeta sería más conveniente utilizar?. P2. P20. P200. P1000.

Al hacer un gel de SDS-PAGE nos hemos confundido al ajustar las concentraciones y nos ha salido un gel en el que una proteína de 14 kD, que debería estar bien separada al principio (arriba) del gel de separación y es la única que aparece. Sabiendo que en la muestra debe haber más de una proteína con distintos tamaños. ¿Cuál de las afirmaciones siguientes explicaría este resultado?. El gel obtenido tiene mayor concentración del tampón empleado. La concentración de poliacrilamida en el gel es superior a la debida. La concentración de poliacrilamida en el gel es inferior a la debida. Los componentes del tampón empleado es hacer el gel están en concentración más elevadas de las necesarias.

Respecto de la electroforesis en gel de poliacrilamida, el beta-mercaptoetanol es añadido (practica 4. A la muestra, para que aporte carga negativa a las proteínas. A la muestra, para que facilite la separación de las proteínas al romper los puentes disulfuro. A la acrilamida, actuando como catalizador de la reacción de polimerización del gel. A la acrilamida, para activar la unión del SDS a las proteínas.

Al hacer un gel de SDS-PAGE nos hemos confundido al ajustar las concentraciones y nos ha salido un gel en el que una proteína de 20 kD, que debería moverse con el frente aparece a mitad del gel. ¿Cuál de las afirmaciones siguientes explicaría este resultado? (practica 4). La concentración de poliacrilamida en el gel es inferior a la debida. El gel obtenido tiene mayor concentración del tampón empleado. La concentración de poliacrilamida en el gel es superior a la debida. El gel obtenido tiene menor concentración del tampón empleado.

¿Qué finalidad tiene la adición de SDS en las muestras de proteínas para SDS-PAGE? (practica 4). Aportar una carga negativa uniforme a lo largo de toda la cadena polipeptídica haciendo que la relación carga/masa sea diferente para cada proteína. Independizando la movilidad relativa de las proteínas de su relación carga/masa. Permitir la separación de las proteínas en base a su carga y a su tamaño. Desnaturalizar las proteínas y romper sus puentes disulfuro.

El tampón de carga para la electroforesis de DNA contiene los componentes necesarios (para practica 5): Hacer que todas las moléculas tengan la misma relación carga/masa. La desnaturalización del DNA. Visualizar el avance de la electroforesis. Teñir el DNA.

En la electroforesis de DNA plasmídico digerido (practica 5). Los fragmentos de acido nucleicos migran gracias a su carga neta positiva. La migración depende del porcentaje de nucleótidos C+G en su secuencia. El SDS en la solución de carga aporta carga negativa facilitando así la migración en el gel. Los fragmentos de DNA se separan en función del numero de pares de bases.

¿Cuál de estas afirmaciones es la correcta sobre la electroforesis de DNA plasmídico en el gel de agarosa? (practica 5). La cantidad de fluorescencia emitida depende el número de moléculas del fluorocromo incorporado, por tanto, del número de pares de bases presentes en cada una de las bandas del gel. No es posible determinar la cantidad relativa de los ácidos nucleicos presentes en cada muestra. Es necesario añadir SDS a las muestras de DNA para que su relación carga/masa sea aproximadamente la misma, y los fragmentos de DNA digeridos se separen por tamaño. Se emplea rojo de etilo para la tinción del DNA.

Si nos dicen que una solución de carga que vamos a utilizar para preparar una muestra para su electroforesis en gel es 10X, esto nos indica que tenemos que poner (electroforesis general): 10 volúmenes de solución por cada volumen de muestra. 1 volumen de solución por cada 10 volúmenes de muestra. 9 volúmenes de muestra por cada volumen de solución. 9 volúmenes de solución por cada volumen de muestra.

Si en una pipeta a p1000 el indicador del volumen marca 010, estaríamos midiendo (metodología general): 10 ul. 10000 ul. 1000 ul. Normalmente no seria correcto medir ese volumen con la P1000.

Para un ensayo debemos medir con una micropipeta automática un volumen de 210 microlitros. ¿Qué tipo de pipeta es mas adecuado utilizar? (metodología general). P1000. P200. P2. P20.

En la preparación del gel para la electroforesis SDS-PAGE: Se forma los pocillos en el gel de separación. Se utiliza un gel concentrador con alta concentración de poliacrilamida. El agente polimerizante de la acrilamida es el 2-mercaptoetanol. Sobre el gel de separación se coloca una capa de agua para evitar que se inhiba la polimerización.