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¿Cuál de estos utensilios es el más indicado para medir volúmenes exactos?. Probeta. Todos los mencionados. Vaso de precipitados. Matraz Erlermeyer. Matraz aforado.

Relaciona el instrumento con su uso: Vortex. Agitar tubos para facilitar la disolución de solutos. Decantar un volumen determinado. Calentar una preparación. Separar componentes de una mezcla por sedimentación. Manejar volúmenes por debajo del rango del mililitro.

Relaciona el instrumento con su uso: Bureta. Agitar tubos para facilitar la disolución de solutos. Decantar un volumen determinado. Calentar una preparación. Separar componentes de una mezcla por sedimentación. Manejar volúmenes por debajo del rango del mililitro.

Relaciona el instrumento con su uso: Placa calefactora con agitador magnético. Agitar tubos para facilitar la disolución de solutos. Decantar un volumen determinado. Calentar una preparación. Separar componentes de una mezcla por sedimentación. Manejar volúmenes por debajo del rango del mililitro.

Relaciona el instrumento con su uso: Microcentrífuga. Agitar tubos para facilitar la disolución de solutos. Decantar un volumen determinado. Calentar una preparación. Separar componentes de una mezcla por sedimentación. Manejar volúmenes por debajo del rango del mililitro.

Relaciona el instrumento con su uso: Micropipeta. Agitar tubos para facilitar la disolución de solutos. Decantar un volumen determinado. Calentar una preparación. Separar componentes de una mezcla por sedimentación. Manejar volúmenes por debajo del rango del mililitro.

¿Qué emplearías para medir un volumen aproximado de 50 ml?. Una bureta de 20 ml. Matraz aforado de 50 ml. Micropipeta p200. Matraz Erlenmeyer de 25 ml de capacidad. Vaso de precipitados.

Al pipetear un volumen de un líquido denso, debemos bajar el embolo hasta el 2º tope. Para soltar el líquido bajaremos el embolo hasta el 1 tope. Verdadero. Falso.

¿Cuál de estos utensilios es el más indicado para medir volúmenes exactos?. Vaso de precipitados. Matraz Erlermeyer. Matraz aforado. Pipeta pasteur. Todos los mencionados.

Relaciona el siguiente volumen con su contenedor más apropiado:10 ml. Tubo cónico de 15. Tubo cónico de 50. Tubo eppendorf. Matraz aforado de 100 mililitros. Botella de 1L.

Relaciona el siguiente volumen con su contenedor más apropiado: 30 ml. Tubo cónico de 15. Tubo cónico de 50. Tubo eppendorf. Matraz aforado de 100 mililitros. Botella de 1L.

Relaciona el siguiente volumen con su contenedor más apropiado: 500 μl. Tubo cónico de 15. Tubo cónico de 50. Tubo eppendorf. Matraz aforado de 100 mililitros. Botella de 1L.

Relaciona el siguiente volumen con su contenedor más apropiado: 100 ml. Tubo cónico de 15. Tubo cónico de 50. Tubo eppendorf. Matraz aforado de 100 mililitros. Botella de 1L.

Relaciona el siguiente volumen con su contenedor más apropiado: 1000 ml. Tubo cónico de 15. Tubo cónico de 50. Tubo eppendorf. Matraz aforado de 100 mililitros. Botella de 1L.

¿Qué utensilio emplearé si necesito pesar una cantidad determinada de una sustancia?. Una micropipeta. Una balanza de precisión. Una bureta. Una microcentrífuga. Un agitador magnético.

¿Qué emplearías para preparar una disolución que requiere agitación magnética?. Una probeta. Un tubo Eppendorf. Un matraz aforado. Un tubo de tampón verde. Un vaso de precipitados.

El resultado Benedict + y Barfoed + significa: Agua destilada. Disacárido reductor. Monosacárido. Disacárido no reductor. Almidón.

Durante las prácticas de laboratorio, la prueba del Lugol se emplea para: Determinar si un hidrato de carbono tiene poder reductor. Determinar la concentración de amilasa. Determinar la presencia de polisacáridos. Determinar si en una disolución hay disacáridos monocarbonílicos.

El resultado Fehling negativo, hidrólisis ácida + Benedict positivo. Presencia de agua. Presencia de disacárido NO REDUCTOR. Presencia de disacárido REDUCTOR. Presencia de monosacáridos. Presencia de polisacáridos.

El resultado Fehling + y Barfoed - significa: Agua destilada. Almidón. Disacárido reductor. Monosacárido. Disacárido no reductor.

La diferencia entre el reactivo de Fehling y el de Benedict radica: En la capacidad del primero de poder usarse con muestras de orina. En la capacidad del primero de distinguir un monosacárido de un disacárido monocarbonílico. En la capacidad del segundo de poder usarse con muestras de orina. En la capacidad del segundo de distinguir un monosacárido de un disacárido reductor. Ninguna de las opciones es correcta.

El lugol permite detectar tanto almidón como glucógeno. Verdadero. Falso.

Un disacárido no reductor da positivo con el reactivo de: HCl. Barfoed. Fehling. Lugol. Ninguno de los reactivos de las otras opciones.

Un monosacárido dará positivo con el reactivo de: HCl. Lugol. NaOH. Fehling. Niguno de los reactivos de las otras opciones.

Para la hidrólisis ácida hemos usado NaOH antes de calentar la muestra. Verdadero. Falso.

Para precipitar una proteína con pI = 7 en una disolución de pH 3: Añadiría ácido acético. Añadiría una solución tampón Tris-HCl. Añadiría NaOH. Pondría la disolución en hielo. Añadiría etanol.

Sobre el punto isoeléctrico y las proteínas: Es el valor de pH en el que la proteína pierde todas sus cargas eléctricas. Es el valor de pH en el que la proteína está cargada negativamente. Es el valor de pH que coincide con el valor de pK de la proteína. Es el valor de pH en el que la proteína está cargada positivamente. Es el valor de pH en el que la proteína no se desplaza en un campo eléctrico.

Para precipitar una proteína con pI = 9 en una disolución de pH 5: Pondría la disolución en hielo. Añadiría ácido acético. Añadiría etanol. Añadiría hidróxido sódico. Usaría SDS.

Una proteína con un punto isoeléctrico de 8 ¿qué carga tendría cuando el pH es 8?. No tendrá cargas ni positivas ni negativas. Depende de su peso molecular. Negativa. Positiva. Carga neta 0.

Sobre la precipitación isoeléctrica de una proteína en disolución acuosa: La proteína precipita cuando el número de cargas positivas supera a las negativas. La proteína precipita por desnaturalización con SDS. La proteína precipita cuando la carga neta es 0. La precipitación es independiente del pH de la disolución. La proteína precipita cuando la solubilidad es mayor.

Durante las prácticas, la técnica de la precipitación isoeléctrica la hemos usado para…. Aislar hidratos de carbono. Purificar ADN genómico. Separar proteínas de otras moléculas. Cuantificar proteínas. Correr la electroforesis.

El punto isoeléctrico: Es el valor de pH en el que una molécula está cargada positivamente. Es el valor de pH en el que una molécula está cargada negativamente. Es el valor de pH en el que una molécula tiene igual número de cargas positivas que negativas. Es un valor característico de cada proteína y las cargas no se afectan por cambios en el pH. Es el valor de pH en el que una molécula no tiene ni cargas positivas ni negativas.

Para precipitar una proteína con pI = 5 en una disolución de pH 5: Pondría la disolución en hielo. Añadiría hidróxido sódico. Añadiría etanol. A ese pH la proteína no sería soluble. Añadiría ácido acético.

Una proteína con un punto isoeléctrico de 5.5 ¿qué carga tendría cuando el pH es de 12?. Positiva. Negativa. Depende también de su peso molecular. Sin carga neta. Dependerá de la temperatura del medio.

Indica mediante que técnica hemos separado la caseína de la leche: Método de Barfoed. Precipitación proteica. Electroforesis. Precipitación isoeléctrica. Método de Bradford.

¿Qué papel tiene el TEMED en una electroforesis de poliacrilamida-SDS?. Impedir una polimerización muy rápida de la acrilamida. Desnaturalizar las proteínas. Romper puentes disulfuro. Cargar negativamente las proteínas. Acelerar la producción de radicales libres por parte del persulfato amónico.

El método de cuantificación de proteínas empleado se basa en: En el punto isoeléctrico de las proteínas. En el reactivo Azul de Bromofenol, que reacciona con aminoácidos. En el uso de la BSA para detectar proteínas en la muestra. En el cambio de color del reactivo en presencia de proteínas. En la absorción de luz de las proteínas a 280 nm.

¿Cuál es la utilidad del “Blanco” en la determinación de la concentración de proteínas?. No es necesario usar un blanco. Ajustar la recta patrón. Relacionar absorbancia y peso molecular. Relacionar concentración de proteínas y absorbancia. Calibrar el espectrofotómetro.

Sobre el reactivo del método de cuantificación usado: Se une solo a residuos aromáticos de las proteínas. Se une a residuos básicos y aromáticos de las proteínas. Se une a residuos ácidos y aromáticos de las proteínas. Se une solo a residuos básicos de las proteínas. Se une solo a residuos ácidos de las proteínas.

¿Qué contiene el tubo usado como "Blanco" en la cuantificación de las caseínas?. La proteína control BSA. Tampón PBS. Caseínas a una concentración conocida. Reactivo de Bradford. Agua destilada.

En una electroforesis en geles de poliacrilamida-SDS las proteínas se separan por…. Su composición. Su carga. Su peso molecular. Su punto isoeléctrico. Su concentración.

Señala la respuesta correcta: El SDS carga positivamente a las proteínas. El SDS rompe los enlaces covalentes entre proteínas. La acrilamida aporta carga negativa a las proteínas. El beta-mercaptoetanol rompe los puentes disulfuro de las proteínas. La bis-acrilamida desnaturaliza las proteínas.

Señala la respuesta correcta: La acrilamida aporta carga negativa a las proteínas. El b-Mercaptoetanol rompe las uniones de lípidos a proteínas. La bis-acrilamida desnaturaliza las proteínas. El SDS carga positivamente las proteínas y por ello migran hacia el polo negativo. El SDS desnaturaliza y carga negativamente a las proteínas.

¿Qué método hemos usado para cuantificar proteínas?. El método de la Caseína. El método de Bradford. El método del Azul de Coomasie. El método de Lowry. El método de la Precipitación Isoeléctrica.

Señala la respuesta correcta. En un gel de electroforesis poliacrilamida-SDS: La concentración de acrilamida es mayor en el gel concentrador. La concentración de acrilamida es menor en el gel concentrador. La concentración de acrilamida es constante en todo el gel. Nunca hay un gradiente de concentración de acrilamida. La concentración de acrilamida es menor en el gel separador.

Solo uno de los siguiente valores Rf tras una TLC tiene sentido. Indícalo. 0,56. 8,51. -0,97. 1,37. -0,06.

Tras una TLC se obtuvieron los siguientes valores Rf. Indica cual corresponde al de la molécula más alejada del frente: 2.67. 0.98. -1.59. 0.47. 0.02.

Tras una TLC, la distancia recorrida de una sustancia es 5,39 cm y la del frente 9,30 cm. Indica el valor correcto de Rf de la sustancia: 0,58. 9,30. 5,39. 1,73. 3,91.

Durante la TLC realizada en el laboratorio: Todos los pigmentos se desplazan muy poco. Los pigmentos recorren menos distancia cuanto menos polares son. Los pigmentos recorren más distancia cuanto menos polares son. Recorren la misma distancia que el disolvente ya que también es apolar. Los pigmentos recorren más distancia cuanto más polares son.

El factor de retención (Rf) se calcula... Dividiendo la distancia recorrida por el disolvente entre la distancia recorrida por la sustancia. Dividiendo la distancia recorrida por la sustancia entre la distancia recorrida por el disolvente. Restando la distancia recorrida por el disolvente entre la distancia recorrida por la sustancia. Multiplicando la distancia recorrida por el disolvente entre la distancia recorrida por la sustancia. Restando la distancia recorrida por la sustancia entre la distancia recorrida por el disolvente.

Para la TLC hemos empleado un disolvente polar. Verdadero. Falso.

De los siguiente valores Rf tras una TLC, hay uno que NO tiene sentido. 0,97. 0,51. 0,37. 1,56. 0,06.

En la TLC realizada, las moléculas polares han recorrido más distancia que las apolares. Verdadero. Falso.

Tras una TLC se obtuvieron los siguientes valores Rf. Indica cual corresponde al de la molécula más cercana al frente: 0.27. -2.33. 0.87. 3.54. 0.07.

Un sustancia con valor Rf de 0,80 en una TLC como la de la práctica... Significa que esa sustancia ha recorrido más distancia que otra con Rf = 0,20. Significa que esa sustancia ha recorrido más distancia que otra con Rf = 0,90. Indica que la sustancia es muy polar. Significa que esa sustancia ha recorrido menos distancia que otra con Rf = 0,20. Indica que la sustancia ha quedado muy retenida por la fase estacionaria.