técnicas omicas

La ortogonalidad en un método de separación se refiere a: La compatibilidad de las dos etapas de separación de muestras. La combinación de etapas de separación basadas en criterios independientes. La combinación de etapas basadas en la separación por pI y las basadas en la masa molecular. La combinación de etapas de separación cromatográficas y electroforéticas.

En la preparación de muestras para su análisis por espectrometría de masas se suele incluir: Precipitación de proteínas para concentrar la muestra. Reducción y alquilación de cisteínas. Eliminación de contaminantes mediante procesos de desalado. Todo lo anterior.

Con frecuencia, en la preparación de muestras es necesario cambiar el medio. Para ello, el método más utilizado es: Precipitación de proteínas. Microdialisis. Sistemas de filtración en membrana. Microcolumnas.

En el isoelectroenfoque que se realiza en una electroforesis bidimensional: Es importante preservar la estructura de las proteínas. Se suele emplear SDS para solubilizar la muestra. Se utiliza una concentración de sal elevada para mantener el gradiente de pH. Se suele añadir DDT para evitar la formación de puentes disulfuro.

Una característica de los sistemas de nanoHPLC es: Su capacidad de funcionar a presiones más elevadas que los HPLC convencionales. Proporcionar flujos mucho más estables. Combinan dos sistemas de bombeo con distinto flujo. Todo lo anterior.

En la ionización MALDI: La muestra es dispersada por nebulización. Se utilizan matrices que contienen cromóforos capaces de absorber la energía de un láser. La muestra debe estar disuelta en un tampón con alta fuerza iónica. Sólo funcionan con moléculas de bajo peso molecular.

Un cuadrupolo es: Un analizador de masas. Un tipo de ionización. Un láser pulsante. Un tipo de análisis.

Los picos que se observan en el espectro de la derecha: Pertenecen a distintos iones. Pertenecen al mismo ion pero con distintas cargas. Pertenecen al mismo ion pero con distintos isótopos. Pertenecen al mismo ion pero con distinto número de protones.

La masa del péptido correspondiente al ion del pico de la izquierda es: 334.34 Da. 668.6 Da. 1003.02 Da. 1000.02 Da.

Si la exactitud de masa de nuestro instrumento es 10ppm.¿Cuál será el error máximo de un péptido de m/z 1000?. 0,0001. 0,001. 0,1. 0,01 = 10 x 10-6 x 1000.

Los experimentos de espectrometría de masas en tándem: Se basan en la cuantificación de proteínas marcadas con dos isótopos diferentes. Consisten en la fragmentación de la proteína mediante la utilización de un gas noble. Implica la secuenciación de péptidos mediante la tecnología de Edman. Implica la fragmentación de un ión precursor para deducir su secuencia de aminoácidos.

¿Qué son los iones de la serie y?. La serie de fragmentos C-terminales producidos tras fragmentar un péptido. La serie de fragmentos N-terminales producidos tras fragmentar un péptido. La serie de fragmentos doblemente cargados producidos tras fragmentar un péptido. La serie de fragmentos triplemente cargados producidos tras fragmentar un péptido.

La secuenciación de novo: Se utiliza la información de un espectro de fragmentación para deducir la secuencia de un péptido. Se utiliza la información de un espectro de fragmentación para buscar en bases de datos la secuencia de un péptido. Se obtiene la secuencia de la proteína a partir de la masa de los péptidos. Se obtiene la secuencia de la proteína completa a partir de un espectrode masas.

En los experimentos LC-MS/MS con adquisición dependiente de datos: Se obtiene información de la secuencia de todos los péptidos detectados. Se obtiene información de la masa de todos los péptidos detectados. Se obtiene información de la longitud de todos los péptidos. Todas las opciones son correctas.

En un experimento de identificación por huella peptídica de una muestra humana no hemos obtenido ningún resultado positivo a pesar de tener un espectro de buena calidad. Probablemente se debe a que: Se trata de una mezcla de proteínas. No hemos fijado la taxonomía al realizar la búsqueda. La muestra no la hemos obtenido de una electroforesis 2D. La proteína no esta en la base de datos.

Los resultados de un experimento de identificación de proteínas de un extracto celular no muestran ningún péptido con cisteínas. ¿Cuál es la causa mas probable de esta ausencia?. No hay péptidos con cisteínas en la muestra. Este tipo de péptidos nunca se observan en estos experimentos. No hemos indicado modificación alguna en el motor de búsqueda. Las cisteínas son muy reactivas y suelen producir artefactos que impiden su identificación.

En un experimento de LC-MS/MS hemos identificado 4 péptidos que pueden asignarse a dos proteínas según el esquema de la derecha. Por tanto: Sólo se puede identificar con certeza la proteína A. Sólo se puede identificar con certeza la proteína B. Se pueden identificar con certeza las dos proteínas. No se puede identificar con certeza ninguna de las proteínas.

Los marcadores/etiquetas fluorescentes usados en estudios cuantitativos: Son fotoestables. Son insensibles al pH. Tienen una relación de carga y masa equilibrada. Todas las anteriores son ciertas.

Indica la frase FALSA sobre la cuantificación por SILAC: Es ideal para el análisis de biopsias por su gran reproducibilidad y exactitud. La cuantificación se realiza a partir de los espectros de masas. La cuantificación puede realizarse a partir de los picos cromatográficos de cada péptido. En principio, se podría utilizar cualquier aminoácido marcado isotópicamente.

La cuantificación mediante iTRAQ: No implica el marcaje de la muestra. Cuantifica proteínas completas. Se realiza con la información de los espectros de MS. Se realiza con la información de los espectros de MS/MS (fragmentación).

En los métodos de cuantificación sin marcaje: La cuantificación se realiza antes de la identificación de proteínas. La cuantificación se realiza después de la identificación de proteínas. No es necesaria la identificación de proteínas. La identificación de proteínas es preferible pero no necesaria.

En los métodos de cuantificación sin marcaje: Se cuantifican los péptidos de manera individual. Se cuantifica la proteína. Se cuantifican péptidos y proteínas. La cobertura de secuencias debe ser mayor del 50%.

Queremos realizar un análisis de expresión diferencial de un cultivo celular. ¿Qué procedimiento cuantitativo NO podríamos utilizar?: SILAC. iTRAQ. DIGE. SRM/MRM.

En un experimento de cuantificación por SRM/MRM: Se realiza con la información de los espectros de MS. Se realiza con la información de los espectros de MS/MS (fragmentación). Se utiliza la intensidad de los iones reporteros. Se utiliza la intensidad de los fragmento.

Sobre los análisis de SRM/MRM y SWATH,¿qué afirmación NO es cierta?. En ambos se fragmentan péptidos. En ambos se registran espectros completos de fragmentación. En ambos se cuantifica a partir de perfiles cromatográficos. En ambas se utilizan espectrómetros de masas en tándem.

En el laboratorio estamos interesados en establecer la estequiometría de un complejo multiproteico. Para ello, podríamos realizar: Un experimento de cuantificación SILAC. Un experimento de cuantificación iTRAQ. Un experimento de cuantificación sin marcaje basado en intensidad de señal. Ninguno de ellos proporciona la información necesaria.

Al comparar los resultados de un experimento de cuantificación DIGE y otro de SILAC observamos una buena correlación entre ambos. Sin embargo, hay un grupo de proteínas que son diferenciales únicamente en el experimento DIGE. ¿Cuál es la explicación más probable?. Se trata de un artefacto. No se trata de una diferencia en la abundancia sino de una modificación postraduccional. El DIGE es más sensible para detectar diferencias. Son métodos distintos y no tienen por qué coincidir.

¿Qué combinación de métodos crees que es más ortogonal?. Isoelectroenfoque e intercambio iónico. Isoelectroenfoque y filtración en gel. Fase reversa a pH básico y pH ácido. Todas por igual.

En el procesamiento de una muestra hemos utilizado acrilamida en lugar de iodoacetamida para bloquear las cisteínas. ¿Podemos realizar una identificación de proteínas?. No, sólo se puede utilizar iodoacetamida para modificar cisteínas. No, porque su masa es distinta. Sí, sólo tenemos que indicarlo en el motor de búsqueda. Sí, pero sólo si se trata de una huella peptídica.

Para el análisis de una muestra por espectrometría de masas, hemos digerido un extracto celular. Por tanto, NO podemos utilizar: Electroforesis 2D e identificación por huella peptídica. Cromatografía bidimensional y SRM/MRM. Isoelectroenfoque y LC-MS/MS. Ninguno de ellos.

Sobre los sistemas de nano HPLC: Se denominan así por su pequeño tamaño. Sólo pueden usarse con moléculas pequeñas como péptidos. Sólo pueden inyectar nanolitros de muestra. Proporcionan flujos muy bajos.

El término MALDI se refiere a: Un instrumento. Un tipo de ionización. Un analizador de masas. Un detector de masas.

Un tiempo de vuelo (TOF) es: Un analizador de masas. Un tipo de ionización. Un laser pulsante. Un tipo de análisis.

La figura muestra el espectro de masas ampliado de dos compuestos, A (superior) y B (inferior). Responde a las siguientes preguntas (34-36): 34. ¿Por qué hay varios picos en los espectros?. Porque los compuestos contienen impurezas. Porque los compuestos contienen modificaciones. Porque los elementos de los compuestos contienen distintos isótopos. Porque cada compuesto se ioniza con varias cargas.

La figura muestra el espectro de masas ampliado de dos compuestos, A (superior) y B (inferior). Responde a las siguientes preguntas (34-36): ¿Por qué la separación entre picos es distinta en los dos espectros?. Porque el compuesto A tiene más contaminantes. Porque la carga de los 2 compuestos es distinta. Porque la masa de los dos compuestos es distinta. Porque cada compuesto tiene un patrón de picos específico.

La figura muestra el espectro de masas ampliado de dos compuestos, A (superior) y B (inferior). Responde a las siguientes preguntas (34-36): Respecto a la masa de los compuestos A y B: La masa del compuesto A es aproximadamente el doble que la de B. La masa del compuesto A es aproximadamente la mitad que la de B. Los dos compuestos tienen la misma masa. Falta información para poder determinar la relación de masas.

La proteómica bottom-up que hemos visto en clase: Analiza las proteínas completas. Siempre digiere las proteínas en la etapa inicial, antes de cualquier fraccionamiento. La espectrometría de masas sólo se utiliza para analizar péptidos. La espectrometría de masas sólo se utiliza para analizar proteínas completas.

Si queremos analizar una muestra por electrospray: Necesitamos mezclar la muestra con la matriz para facilitar la ionización. Necesitamos que la muestra sea volátil. Necesitamos tener la muestra esté en disolución. Necesitamos tener la muestra en un medio con elevada fuerza iónica, para facilitar la ionización.

La precisión de un instrumento: La proximidad entre el valor medido y el valor real. La capacidad de discriminar entre 2 masas muy próximas. La capacidad de detectar compuestos a muy baja concentración. La reproducibilidad entre los valores de varias medidas.

El espectro de fragmentación de un peptido es: La fragmentación de un espectro de masas para analizarlo con más detalle. Un espectro de masas. El espectro de los fragmentos del péptido producidos en la cámara de colisión. El espectro de cada fragmento del péptido producido por tratamiento químico.

Cuando hablamos de una identificación por huella peptídica nos referimos a: Una identificación basada en la secuencia de aminoácidos. Una identificación basada en los tiempos de elución de los péptidos. Una identificación basada en la masa de los péptidos. Una identificación basada en la fragmentación de los péptidos.

Queremos realizar un experimento de expresión diferencial mediante DIGE. Para ello: Marcamos cada gel con un fluoróforo distinto. Marcamos cada muestra con un fluoróforo distinto. Juntamos las muestras y después las marcamos con tres fluoróforos. Tras la electroforesis marcamos cada muestra con un fluoróforo distinto.

Para hacer un experimento de cuantificación label-free: Necesitamos disponer de un triple cuadrupolo. Debemos tener todos los péptidos marcados con isótopos estables. Tenemos que analizar cada muestra de manera independiente. Tenemos que juntar las muestras antes del análisis.

Queremos identificar las proteínas inducidas por un anticancerígeno mediante un análisis de expresión diferencial con un cultivo celular: ¿Qué procedimiento cuantitativo NO podríamos utilizar?. SILAC. iTRAQ. DIGE. SRM/MRM.

En un proyecto de investigación, queremos analizar las diferencias en el proteoma de tumores de los pacientes que responden al tratamiento y los que no. Para ello, disponemos de muestras de biopsias de distintos pacientes. ¿Qué método cuantitativo NO podremos utilizar?. iTRAQ. SILAC. DIGE. Label-free.

En el laboratorio queremos analizar los cambios iniciales de un tratamiento. En estas condiciones no hay tiempo para que se produzcan cambios de expresión, y lo que esperamos son cambios en el patrón de modificaciones postraduccionales. Por tanto, pensamos que un análisis a nivel de proteína completa puede proporcionar más información. ¿Qué estrategia cuantitativa utilizarías?. iTRAQ. SILAC. SRM/MRMM = mz-z. DIGE.

Estamos realizando un estudio de biología de sistemas y tenemos que determinar la abundancia de las proteínas presentes en nuestra muestra. Para ello, podríamos realizar: Un experimento de cuantificación SILAC. Un experimento de cuantificación iTRAQ. Un experimento de cuantificación sin marcaje basado en intensidad de señal. Ninguno de ellos proporciona la información necesaria.

HemosrealizadounexperimentodecuantificaciónSILACpara determinar el efecto de un fármaco. Para ello, hemos añadido el fármaco a células crecidas en un medio con Arg (R) marcada con 13C y 15N (en negrita y con asterisco). Hemos detectado la presencia de un péptido específico de cada una de las dos isoformas (A y B) de una proteína, como se indica en el espectro. ¿Qué conclusión, a partir del espectro, es verdadera?. El fármaco duplica la abundancia de la isoforma A. El fármaco duplica la abundancia de la isoforma B. No podemos saber si se produce un cambio en la abundancia de las isoformas, porque son péptidos distintos. Las dos isoformas cambian de manera similar.

Además, también podemos concluir que: La isoforma A es el doble de abundante que la isoforma B antes del tratamiento. La isoforma B es el doble de abundante que la isoforma A antes del tratamiento. Las dos isoformas son igual de abundantes antes del tratamiento. No podemos saber la abundancia relativa de las isoformas a partir del espectro.

¿Se pueden utilizar los arrays de proteínas de proteínas para determinar qué alérgenos están causando la alergia de un paciente?. No, porque no podemos aislar todos los anticuerpos del paciente. No, porque necesitaríamos fijar los alérgenos a un soporte. Sí, fijando los anticuerpos del paciente en un array. Sí, fijando los alérgenos en un array.

En los arrays de proteínas in situ: Las proteínas se añaden robóticamente en cada posición. Las proteínas se sintetizan directamente en cada posición. Las proteínas se unen a anticuerpos específicos presentes en cada posición. Las proteínas se unen a sus mRNA presentes en cada posición.

En clase hemos realizado una identificación por huella peptídica (PMF). Para utilizado enviado a Mascot: Un espectro de MS. Una lista de picos de un espectro de MS. Un espectro de MS/MS. Una lista de picos de un espectro de MS/MS.

Una base de datos decoy es: Una base de datos de proteínas decodificada a partir de secuencias de DNA. Una base de datos en la que sólo hemos dejado proteínas de un organismo. Una base de datos a la que hemos añadido secuencias de posibles proteínas contaminantes. Una base de datos con secuencias de proteínas ficticias.

Las ventajas de RMN frenteal a espectrometría de masas para los estudios de metabolómica son: Más sensibilidad, más reproducibilidad y menor tasa de falsos positivos. Más reproducibilidad, menor preparación de muestra, y menor tasa de falsos positivos. Más cuantitativa, más reproducible y menor preparación de muestra. Más cuantitativa, más sensible, y menor preparación de muestra.

En los experimentos LC-MS/MS con adquisición independiente de datos: Se fragmentan los peptidos de dos en dos. No se fragmentan peptidos. Se fragmentan rangos de m/z que pueden contener un número variable de peptidos. Se fragmentan todos los peptidos de la muestra de forma individual.

Estamos estudiando un complejo multiproteico compuesto por diferentes proteínas. Queremos establecer la abundancia relativa de cada una de las proteínas. Para ello, podríamos realizar: Un experimento de cuantificación SILAC. Un experimento de cuantificación iTRAQ. Un experimento de cuantificación sin marcaje basado en intensidad de señal. Ninguno de ellos proporciona la información necesaria.

En un espectro de RMN, la señal además de depender de la concentración de la molécula generadora de la señal depende también de otras propiedades. Entre otros: Las señales anchas corresponden a moléculas estables y las estrechas a inestables. Las señales anchas corresponden a moléculas grandes y las estrechas a pequeñas. Las señales anchas corresponden a moléculas con oxígeno y las estrechas a moléculas ...oxígeno. Las señales anchas corresponden a moléculas rápidas y las estrechas a moléculas...

En el laboratorio queremos determinar la vida media de las proteínas de una línea celular en unas condiciones de cultivo concretas. ¿Cuál sería la estrategia cuantitativa más apropiada?. SILAC. iTRAQ. DIGE. SRM/MRM.

En un experimento LC-MS/MS se puede obtener el perfil cromatográfico de un péptido concreto (XIC). Para ello: Debemos realizar un experimento para cada péptido. Debemos extraer la intensidad del rango de masa/carga correspondiente al péptido de cada espectro de MS obtenidos en el transcurso de la cromatografía. Debemos extraer la intensidad de rango de masa/carga correspondiente al péptido de cada espectro de MS/MS obtenidos en el transcurso de la cromatografía. Debemos especificar la masa/carga de los péptidos de interés.

En clase hemos visto algún ejemplo de identificación de proteínas por espectros MS/MS. ¿Qué información hemos extraído y utilizado?. La m/z, la carga de los iones precursores y la lista de picos de fragmentación. La m/z, la carga de los iones precursores y los espectros de fragmentación. Sólo la m/z y la carga de los iones precursores. Sólo los espectros de fragmentación.

S pretendemo sutilizar ESI en nuestro análisis: La muestra debe estar depositada en un soporte sólido. La muestra debe estar en disolución. La muestra debe estar en fase gaseosa. El estado de la muestra es irrelevante.

¿Cuál es el pico monoisotópico?. A (para pepitdos es el de menor masa). C. F. Ninguno de ellos.

¿Qué pico corresponde con la masa promedio?. A. B. C. Ninguno de e ellos es un cálculo ponderado.

¿Cuál es la carga del péptido?. 1 si la resta m/z fuera 1. 2 si la resta m/z fuera 0,5. 3 si la resta m/z fuera 0,33. No puede determinarse.

¿Cuál es la masa del péptido?. 1167.67. 3500.01. 3503.01. No puede dererminarse.

El objetivo de la secuenciacion de novo es: Interpretar un espectro de fragmentación para deducir la secuencia de un péptido. Utilizar la espectrometría de masas para identificar el péptido en una base de datos. Combinar la espectrometría de masas con la secuenciación de Edman. Generar el espectro de fragmentación teórico a partir de la secuencia de un péptido.