Tema 22 - Técnica de recogida y transporte de residuos clínicos y de muestras bi

Según el marco conceptual del tema, una muestra biológica se define de forma más ajustada como: Cualquier fluido orgánico obtenido con finalidad diagnóstica inmediata y desechable tras su uso. Cualquier material orgánico extraído del paciente siempre que sea sangre total. Un conjunto de datos clínicos asociados al paciente que acompañan a la petición analítica. Material biológico humano susceptible de conservación y que puede contener información biológica/genética.

¿Qué enunciado describe mejor la fase preanalítica del proceso analítico?. Desde la solicitud del análisis por el clínico hasta el procesamiento inicial de la muestra. Conjunto de procedimientos estrictamente instrumentales dentro del analizador. Emisión del informe tras validación facultativa y registro del resultado. Auditoría del proceso y control de calidad externo del laboratorio.

Para evitar la diseminación de microorganismos al exterior durante el transporte de muestras, la medida más alineada con el tema es: Abrir el recipiente para “ventilar” la muestra antes de su traslado. Etiquetar claramente el contenido y proteger el recipiente dentro de otro contenedor. Transportar siempre a temperatura ambiente, evitando refrigeración. Trasvasar la muestra a un envase mayor para disminuir la presión interna.

El medio de Stuart se utiliza principalmente para: Esterilizar el hisopo antes de introducirlo en el tubo de transporte. Evitar la desecación y mantener la viabilidad de microorganismos recogidos con hisopo estéril. Neutralizar anticoagulantes presentes en la muestra. Acelerar la proliferación bacteriana para mejorar el rendimiento del cultivo.

En transporte para estudios de anaerobiosis, una recomendación característica es: Uso de tubos con oxígeno suplementario para evitar inhibición del crecimiento. Empleo de tubos que contienen CO₂ o condiciones anaeróbicas en el contenedor del hisopo. Transporte a 0–2 ºC para reducir al máximo el metabolismo bacteriano. Agitación intermitente del tubo para homogenizar la carga bacteriana.

Si en una extracción se requieren hemocultivo y otras determinaciones, la pauta correcta es: Extraer primero los tubos con anticoagulante y dejar el cultivo para el final. Extraer primero los tubos de suero, para evitar contaminación del hemocultivo. Extraer primero la sangre para bioquímica y después la de microbiología. Extraer primero la sangre destinada al cultivo (hemocultivo).

En un hemocultivo, por cada “muestra” se emplean típicamente: Un único frasco universal para aerobios y anaerobios. Dos frascos: uno para aerobios y otro para anaerobios. Tres frascos: dos para aerobios y uno para anaerobios. Dos tubos al vacío con EDTA y citrato, respectivamente.

Se indica que el hemocultivo debe ser seriado, lo que implica: Una sola toma repetida si hay fiebre persistente. Tres tomas distintas separadas por 30 minutos entre ellas. Dos tomas consecutivas con 5 minutos de diferencia. Cuatro tomas en 24 horas, coincidiendo con cada pico febril.

¿Qué tubo se asocia a la VSG según la codificación descrita?. Tapón negro (de dos elementos) con citrato. Tapón azul con citrato de sodio. Tapón violeta con EDTA. Tapón verde con heparina sódica.

El tubo tapón verde descrito se caracteriza por: No contener anticoagulante y emplearse para suero en serología. Contener oxalato potásico y fluoruro sódico para alcoholemia. Contener heparina sódica y emplearse para inmunología y bioquímica. Contener citrato y emplearse exclusivamente para coagulación.

El tubo tapón azul se utiliza principalmente para: Hemograma (recuento celular) por su anticoagulante específico. Bioquímica en plasma por gel separador. Estudios de coagulación por su contenido en citrato de sodio. Pruebas cruzadas en banco de sangre por tubo seco.

En el test de Allen previo a punción radial, se considera adecuada la circulación colateral si: La palma permanece pálida tras liberar la arteria cubital. La palma recupera color en 30–45 segundos tras liberar la cubital. La palma recupera color solo tras liberar simultáneamente radial y cubital. La palma recupera el color inicial en menos de 15 segundos tras liberar la cubital.

En gasometría arterial, la jeringa debe estar: Enjuagada con suero fisiológico y secada al aire. Previamente heparinizada (o venir preparada con heparina). Cargada con EDTA para evitar microcoágulos. Con citrato para preservar factores de coagulación.

Para extracción venosa con finalidad bioquímica, el ayuno recomendado es: 10–12 horas. 4–6 horas. 14–16 horas. No es necesario ayuno si se extrae en tubo seco.

En la técnica descrita, el compresor se coloca típicamente a: 2–4 dedos por encima de la fosa antecubital. 1 dedo por debajo de la fosa antecubital. 6–8 dedos por encima del pliegue del codo. Directamente sobre la vena elegida para “fijarla”.

La densidad sanguínea referida en el tema se indica aproximadamente como: 1,005 g/ml. 1,050 g/ml. 0,950 g/ml. 1,500 g/ml.

Según las definiciones del tema, hemodilución corresponde a: Hipovolemia + oligositemia. Hipervolemia + hipersitemia. Hipovolemia + hipersitemia. Hipervolemia + oligositemia.

Respecto a la viscosidad, el tema señala que la temperatura: Aumenta la viscosidad, especialmente en fiebre. No modifica la viscosidad por ser una propiedad fija. Solo aumenta la viscosidad en hipotermia, sin afectar en fiebre. Disminuye la viscosidad; en fiebre puede estar por debajo de lo normal.

Tras la obtención de una muestra, una actuación clave “después de los procedimientos” es: Asegurar el envío al laboratorio en el menor tiempo posible y según protocolos. Retrasar el envío para completar el registro al final del turno. Homogeneizar siempre por agitación vigorosa cualquier muestra líquida. Mantener la muestra sin identificar hasta confirmar la prueba solicitada.

Durante los procedimientos, para reducir ansiedad (especialmente en niños), se recomienda: Mostrar agujas y material para que el paciente “se familiarice”. Aumentar el tiempo de exposición visual al material punzante. Mantener agujas/materiales ansiógenos fuera del alcance de la vista. Pedir al paciente que observe la punción para mejorar colaboración.

La recogida de orina en lactantes y niños pequeños se realizará preferentemente: En bolsas reutilizables de polietileno o similar. En recipiente graduado de boca ancha. En bolsas estériles y desechables de polietileno o similar. En bolsa no estéril desechable.

Para la toma de muestras en urocultivo, el criterio más ajustado es: Recoger preferentemente la primera micción de la mañana completa. Usar frasco graduado, aunque no sea estéril, si se cierra bien. Realizar la toma con absoluta asepsia. Trasvasar la orina a otro recipiente para facilitar el transporte.

Si una muestra (p. ej., de LCR en un contexto específico) no puede enviarse de inmediato, el tema indica como pauta adecuada: Refrigerar siempre a 4 ºC para preservar componentes celulares. Conservar a 37 ºC (estufa) y no refrigerar ni congelar; alternativa: inocular parte en frasco de hemocultivo y mantener a temperatura ambiente. Congelar a -20 ºC para detener degradación enzimática. Añadir alcohol al 70% para estabilizar el material.

La xantocromía en LCR se refiere a: Coloración verdosa por bilirrubina tras obstrucción biliar. Coloración blanquecina por infección intestinal. Coloración negra considerada normal. Coloración amarillenta/rosácea por degradación de hemoglobina y otras sustancias.

En condiciones normales, la glucosa en LCR se sitúa aproximadamente en: 0,1–0,5 mg/dl. 1,0–1,5 mg/ml. ~70% de la glucemia (aprox. 0,5–0,7 mg/ml). 0 mg/ml (ausente en condiciones normales).