VET - Parasitología

¿Cuál es la razón principal por la que se recomienda obtener las heces directamente del recto del animal cuando sea posible?. Para aumentar la cantidad de huevos de parásitos presentes en la muestra. Para evitar contaminaciones con nematodos de vida libre presentes en el ambiente. Para conservar mejor la humedad natural de las heces. Para impedir la proliferación bacteriana durante el transporte.

En una investigación cuyo objetivo es conocer el estado parasitario general de una población animal mediante las heces, ¿Qué procedimiento de muestreo sería el más adecuado según el texto?. Recoger una única muestra del animal más representativo y analizarla individualmente. Recoger muestras del 10% de los individuos, unirlas y mezclarlas completamente. Recoger muestras únicamente de animales enfermos y compararlas entre sí. Recoger heces de todos los individuos y mantenerlas separadas hasta el análisis.

¿Qué diferencia fundamental existe entre el diagnóstico de oxiuros mediante heces y la técnica de Graham?. La técnica de Graham permite detectar huevos adheridos en la región perianal mediante cinta adhesiva. La técnica de Graham requiere mezclar previamente las heces con una solución conservante. El análisis de heces detecta únicamente parásitos adultos, mientras Graham detecta larvas. El método de Graham se utiliza exclusivamente en animales grandes mediante extracción rectal.

Si se debe recoger una muestra fecal de un animal intermedio para análisis parasitológico, ¿Qué cantidad aproximada indica el texto?. Entre 50 y 100 gramos. La mayor cantidad posible sin límite establecido. Entre 5 y 10 gramos. Exactamente 10 gramos para evitar contaminación.

¿Cuál de las siguientes combinaciones describe correctamente las condiciones de conservación y envío de la muestra de heces?. Recipiente abierto, ambiente seco y envío al laboratorio tras varios días. Bolsa sin etiquetar, congelación inmediata y separación por individuo. Recipiente hermético o bolsa cerrada, ambiente húmedo, refrigeración y datos identificativos completos. Conservación a temperatura ambiente para evitar alteraciones del material fecal.

Si no fuera posible realizar la extracción de heces directamente del recto del animal, ¿Qué procedimiento reduce el riesgo de contaminación ?. Recoger únicamente las heces que estén en contacto con el suelo para obtener más microorganismos. Tomar la muestra de las capas superiores evitando el contacto con el suelo. Mezclar la muestra con agua antes del transporte para eliminar contaminantes. Recoger exclusivamente las heces secas para evitar alteraciones.

En animales pequeños, ¿Qué método específico de recogida fecal se menciona como alternativa?. Aspiración mediante una sonda digestiva. Extracción mediante un hisopo. Recolección mediante cinta adhesiva perianal como método general. Obtención mediante lavado intestinal.

¿Por qué la recogida de heces se recomienda preferentemente a primera hora de la mañana?. Porque en ese momento disminuye la humedad de la muestra y facilita su conservación. Porque se evita completamente la presencia de nematodos ambientales. Porque permite obtener una muestra más representativa antes de posibles alteraciones durante el día. Porque los huevos de todos los parásitos se eliminan únicamente por la mañana.

En la técnica de Graham, después de colocar la cinta adhesiva transparente en la región perianal, ¿Cuál es el paso siguiente?. Introducir la cinta en una solución fijadora antes de observarla. Colocar la cinta sobre un portaobjetos para observarla directamente al microscopio. Mezclar la cinta con una muestra fecal para aumentar la sensibilidad. Guardar la cinta en un recipiente seco hasta su análisis molecular.

¿Cuál de los siguientes datos NO aparece como parte de la información necesaria para etiquetar correctamente la muestra?. Identificación del animal. Fecha y hora de recogida. Cercado o área de localización. Peso corporal exacto del animal.

Si una muestra de sangre va destinada a una técnica serológica, ¿Qué material debe enviarse al laboratorio según el texto?. Sangre completa sin anticoagulante a temperatura ambiente. Frotis sanguíneo fijado previamente con metanol. Suero o plasma extraído y congelado. Sangre coagulada refrigerada sin procesar.

¿Cuál es la razón por la que se considera especialmente importante evitar la hemólisis en muestras sanguíneas?. Porque puede impedir la correcta interpretación de los análisis al alterar la muestra durante extracción, procesado, envío o almacenamiento. Porque destruye únicamente los parásitos externos presentes en la sangre. Porque evita la contaminación de las muestras con restos fecales. Porque disminuye la cantidad total de sangre enviada al laboratorio.

Una muestra de sangre enviada para análisis general puede prepararse de diferentes formas. ¿Cuál de las siguientes opciones es correcta?. Únicamente congelada y sin identificación. Con o sin anticoagulante, refrigerada y en tubos correctamente identificados. Siempre fijada con formol antes del transporte. Sin refrigeración para conservar intactos los componentes celulares.

¿Qué alternativa se menciona para el envío de sangre cuando no se remite la muestra líquida completa?. Plasma deshidratado en papel absorbente. Frotis sanguíneos previamente fijados con metanol. Tejido vascular conservado en alcohol. Sangre mezclada con solución salina.

En la recogida de orina u otros fluidos corporales, ¿Cuál es el criterio principal ?. Obtener la mayor cantidad posible aunque exista contaminación externa. Recogerlos de la forma más limpia posible mediante técnicas como sonda o punción. Mantenerlos siempre sin recipiente cerrado para evitar cambios químicos. Congelarlos inmediatamente identificados.

Para realizar un análisis parasitológico de la piel, ¿de dónde debe proceder la muestra adecuada?. De la superficie externa de la lesión mediante un raspado superficial. De cualquier zona de piel sana cercana a la lesión. De un raspado profundo con bisturí de los bordes de las lesiones. De una biopsia completa de toda la zona afectada.

¿Cuál de las siguientes combinaciones describe correctamente el transporte de muestras de piel?. Bolsa, placa o frasco cerrado y etiquetado adecuadamente. Recipiente abierto para evitar contaminación. Tubos con anticoagulante refrigerados. Placas fijadas con metanol obligatoriamente.

¿Qué tienen en común las muestras de orina u otros fluidos corporales con las muestras de sangre?. Ambas deben enviarse siempre congeladas. Ambas requieren extracción exclusivamente mediante punción. Ambas se envían en condiciones similares a las descritas para la sangre. Ambas deben fijarse previamente antes del análisis.

Para el envío de vísceras y cadáveres destinados a estudio, ¿Qué combinación es la correcta?. Bolsas cerradas y rotuladas, refrigeración, anamnesis y envío rápido. Recipientes abiertos, congelación inmediata y ausencia de datos clínicos. Tubos con anticoagulante y conservación a temperatura ambiente. Placas fijadas con metanol y almacenamiento prolongado.

¿Qué error comprometería más claramente la trazabilidad de una muestra?. Enviar la muestra refrigerada en un recipiente cerrado. Adjuntar la anamnesis del caso junto con la muestra. Remitir una muestra sin identificación adecuada del recipiente. Utilizar una bolsa cerrada para transportar tejidos.

¿Cuál es la condición bajo la que el frío se considera el método de conservación más adecuado para las muestras?. Siempre que las muestras se mantengan congeladas durante el transporte. Siempre que lleguen a su destino en un plazo inferior a 24 horas. Siempre que se utilicen conservantes junto con la refrigeración. Únicamente cuando se trate de muestras fecales.

Cuando es necesario utilizar hielo durante el transporte de las muestras, ¿Qué precaución es la más importante?. El hielo debe renovarse cada seis horas. Debe envolver completamente el recipiente de la muestra. Nunca debe entrar en contacto directo con el material objeto de estudio. Solo puede utilizarse con muestras de sangre.

¿Por qué algunas muestras que contienen amebas no deben conservarse en frío?. Porque el frío dificulta el aislamiento bacteriano asociado. Porque las amebas pueden verse afectadas negativamente por las bajas temperaturas. Porque aumenta el riesgo de hemólisis de la muestra. Porque el frío favorece la esporulación de los ooquistes.

En el caso de muestras con amebas, ¿Cuál es el procedimiento de conservación recomendado?. Congelarlas inmediatamente a −20 °C. Mantenerlas entre 36 y 37 °C en un recipiente termoaislante. Transportarlas con abundante hielo en contacto directo con la muestra. Conservarlas en alcohol al 70%.

¿En qué circunstancia está indicada la utilización de un conservante?. Cuando la muestra vaya a analizarse antes de 12 horas. Cuando el procesado no pueda realizarse en menos de 24 horas. Siempre que se trate de muestras de sangre. Solo cuando las muestras se transporten a temperatura ambiente.

¿Cuál es la principal limitación del empleo de conservantes según el texto?. Impiden la identificación de huevos de helmintos. No permiten realizar técnicas que requieren parásitos vivos. Alteran exclusivamente los protozoos. Obligan a mantener todas las muestras congeladas.

¿Cuál de las siguientes técnicas NO podría realizarse tras conservar una muestra con un conservante?. Migración larvaria. Observación microscópica de huevos. Identificación morfológica de helmintos adultos. Conservación de artrópodos.

¿Qué consecuencia tiene el empleo de formol al 5-10% como conservante?. Impide posteriormente la realización de tinciones. Favorece la supervivencia de los parásitos vivos. Solo puede utilizarse en muestras de sangre. Produce hemólisis de forma inevitable.

¿Qué conservante se menciona como especialmente utilizado para ejemplares adultos de helmintos y artrópodos?. Formol al 10%. Azida sódica. Alcohol al 70%. Metanol.

¿Cuál de las siguientes afirmaciones describe correctamente la azida sódica?. Es poco tóxica y únicamente conserva helmintos adultos. Es muy tóxica, pero conserva eficazmente quistes y trofozoítos de protozoos, además de huevos y larvas de helmintos. Se utiliza principalmente porque permite realizar tinciones posteriores. Está indicada exclusivamente para conservar amebas a baja temperatura.

¿Cuál de las siguientes asociaciones entre las partes del microscopio y sus componentes es completamente correcta?. Parte mecánica: estativo, platina y tubo; parte óptica: iluminación y sistema de ampliación. Parte mecánica: oculares, objetivos y tubo; parte óptica: platina y estativo. Parte mecánica: condensador, diafragma y potenciómetro; parte óptica: brazo y base. Parte mecánica: iluminación y ampliación; parte óptica: platina, tubo y estativo.

Un microscopio dispone de oculares de 10x y se está utilizando el objetivo de 40x. ¿Cuál será el aumento total de la imagen?. 40x. 50x. 400x. 4.000x.

¿Por qué no es posible aumentar indefinidamente la magnificación de un microscopio óptico?. Porque el condensador limita el número máximo de aumentos. Porque un incremento excesivo del aumento reduce la capacidad de resolución, pudiendo hacer indistinguibles dos puntos próximos. Porque los oculares nunca pueden superar los 10 aumentos. Porque el diafragma impide ampliar la imagen por encima de 400 aumentos.

¿Cuál es la función principal del aceite de inmersión cuando se utiliza el objetivo de 100x?. Incrementar el número de aumentos proporcionado por los oculares. Corregir la importante disminución del poder de resolución asociada al objetivo de inmersión. Evitar el sobrecalentamiento de la bombilla del microscopio. Sustituir el condensador durante la observación microscópica.

Respecto al sistema de iluminación del microscopio óptico, ¿Qué afirmación es correcta?. La intensidad de la luz únicamente puede modificarse mediante el diafragma. El sistema de iluminación incluye una bombilla protegida por un fusible frente a variaciones bruscas de tensión, y puede regularse mediante potenciómetro, condensador y diafragma. El fusible aumenta el poder de resolución del microscopio al utilizar el objetivo de inmersión. El condensador sirve exclusivamente para sujetar la preparación sobre la platina.

Durante el procedimiento de enfoque, ¿en qué momento debe añadirse el aceite de inmersión?. Antes de comenzar el enfoque con el objetivo de 4x. Después de colocar directamente el objetivo de 100x sobre la preparación. Tras enfocar con el objetivo de 40x, desplazándolo ligeramente para depositar una pequeña gota de aceite antes de girar al objetivo de 100x. Inmediatamente después de sujetar la preparación con las pinzas.

Una vez enfocada correctamente la preparación con el objetivo de 4x, ¿Qué ajuste suele ser suficiente al cambiar a los objetivos de 10x o 40x?. Repetir todo el procedimiento utilizando el tornillo macrométrico. Ajustar únicamente con el tornillo micrométrico. Subir la platina al máximo con el macrométrico y volver a enfocar. Añadir aceite de inmersión antes de cada cambio de objetivo.

¿Cuál de las siguientes afirmaciones describe correctamente el uso y limpieza del aceite de inmersión?. Cuanto mayor sea la cantidad de aceite, mejor será la calidad de la imagen. El aceite puede utilizarse indistintamente con todos los objetivos si se ajusta el micrométrico. Si se desea volver a utilizar un objetivo seco tras emplear el de inmersión, la preparación debe limpiarse cuidadosamente con xilol; además, al finalizar el estudio, los objetivos deben limpiarse con una mezcla de alcohol y éter a partes iguales. Tras utilizar el objetivo de inmersión solo es necesario limpiar los oculares.

¿Cuál es la principal finalidad de calibrar un microscopio antes de realizar mediciones parasitarias?. Aumentar el poder de resolución de los objetivos de inmersión. Determinar la equivalencia real de cada división del ocular micrométrico para cada objetivo empleado. Ajustar la intensidad de la iluminación para facilitar el recuento de parásitos. Evitar el uso del portaobjetos micrométrico durante las observaciones posteriores.

¿Qué característica distingue al portaobjetos micrométrico utilizado en el calibrado?. Presenta una escala de 100 divisiones grabada en el ocular. Contiene 1 mm dividido en 100 partes iguales, de modo que cada división equivale a 10 µm. Incorpora una escala cuyo valor depende del objetivo utilizado. Solo puede emplearse con el objetivo de 100x.

Durante el proceso de calibración del microscopio, una vez alineados los ceros de ambas escalas, ¿qué debe hacerse para calcular el factor de corrección?. Multiplicar el número de divisiones coincidentes del ocular por el aumento del objetivo. Buscar una división del ocular que coincida exactamente con otra del portaobjetos y calcular la equivalencia de cada división del ocular a partir de esa relación. Medir directamente el parásito y dividir el resultado entre 100. Utilizar únicamente el tornillo micrométrico hasta obtener una imagen perfectamente enfocada.

Para medir una estructura observada al microscopio, ¿Qué procedimiento debe seguirse una vez calibrado el microscopio?. Multiplicar el número de divisiones del portaobjetos micrométrico por el aumento del objetivo. Contar las divisiones ocupadas en el ocular micrométrico y multiplicarlas por el factor de corrección correspondiente al objetivo utilizado. Dividir el número de divisiones del ocular entre el aumento total del microscopio. Medir directamente la estructura utilizando únicamente el portaobjetos micrométrico.

Respecto a la cuantificación de la carga parasitaria, ¿Cuál de las siguientes afirmaciones es correcta?. El número de huevos presentes en las heces determina con exactitud el número de parásitos adultos del hospedador. La carga parasitaria solo puede conocerse con certeza mediante necropsia y aislamiento de los parásitos adultos; el recuento de formas parasitarias en heces proporciona únicamente una estimación. El recuento de huevos en heces sustituye completamente a la necropsia para conocer la carga parasitaria real. La carga parasitaria siempre se expresa como número de huevos por mililitro de muestra.

¿Cuál de las siguientes situaciones corresponde a un factor que limita la seguridad de los recuentos parasitarios y no su significado biológico?. Existencia de vermes inmaduros que todavía no eliminan huevos. Resistencia del hospedador que prolonga el periodo de prepatencia. Distribución no uniforme de las formas parasitarias en las heces, que introduce error de muestreo. Dificultad para diferenciar los huevos de varias especies de nematodos.

¿Cuál es el procedimiento más adecuado para minimizar el efecto de la cantidad y humedad de las heces sobre el recuento parasitario?. Corregir siempre los resultados mediante fórmulas basadas en el contenido de agua. Analizar únicamente la primera muestra recogida por la mañana. Cuantificar las formas parasitarias presentes en todas las heces eliminadas durante 24 horas, tras mezclarlas perfectamente. Expresar siempre el resultado en número de huevos por mililitro de agua contenida en la muestra.

¿Cuál de las siguientes circunstancias puede explicar que un hospedador presente una enfermedad parasitaria sin detectarse huevos en las heces?. Los huevos se distribuyen homogéneamente por toda la muestra fecal. La presencia exclusiva de hembras adultas incrementa el periodo de prepatencia. La resistencia del hospedador puede prolongar el periodo de prepatencia, impidiendo temporalmente la eliminación de huevos pese a existir infección. Todos los vermes inmaduros producen huevos desde el inicio de la infección.

¿Qué característica de la cámara de McMaster permite calcular el número de formas parasitarias eliminadas por gramo de heces?. La posibilidad de observar simultáneamente huevos y larvas sin realizar diluciones. El conocimiento de la cantidad de heces analizada, el volumen de la suspensión y la capacidad conocida de las áreas rayadas de la cámara. La presencia de un recipiente de 2 ml con fondo rayado. La utilización obligatoria de soluciones que destruyen los huevos antes del recuento.

Durante el empleo de la cámara de McMaster, ¿por qué se deja reposar la suspensión aproximadamente cinco minutos antes del recuento?. Para favorecer que las formas parasitarias asciendan y se acumulen junto a la zona rayada mediante la solución de flotación. Para que el exceso de solución de flotación se evapore completamente. Para permitir la eclosión de los huevos antes de su observación. Para que los parásitos se depositen en el fondo de la cámara.

¿En qué situación está especialmente indicado el uso de la cámara de Favatti en lugar de la cámara de McMaster?. Cuando se pretende cuantificar exclusivamente ooquistes mediante flotación. Cuando los huevos o larvas no pueden o no conviene hacerlos flotar por ser demasiado pesados, realizándose el recuento directamente en el recipiente rayado de la cámara. Cuando es necesario aumentar el volumen de la muestra por encima de 10 ml. Cuando se requiere utilizar aceite de inmersión para el recuento.

Respecto al diagnóstico parasitológico en sangre, ¿Cuál de las siguientes afirmaciones es correcta?. El análisis en fresco se utiliza exclusivamente para protozoos intracelulares. La detección de formas parasitarias puede realizarse mediante análisis en fresco o mediante preparaciones teñidas. Las tinciones sustituyen completamente al análisis en fresco en todos los casos. El análisis en fresco requiere siempre una concentración previa de la muestra.

¿Cuál es el principal objetivo de realizar una gota gruesa durante el análisis en fresco?. Incrementar la concentración de eosina antes de la tinción. Desfibrinar y hemolizar la sangre, favoreciendo una visión más clara y la liberación de organismos intracelulares. Evitar la necesidad de secar la preparación antes de observarla. Sustituir el proceso de centrifugación en todos los casos.

Si se espera una concentración muy baja de parásitos en sangre, ¿Qué procedimiento recomienda el texto?. Utilizar exclusivamente el objetivo de inmersión sin concentrar la muestra. Concentrar previamente la muestra mediante técnicas como centrifugación, filtración o gota gruesa. Añadir directamente Giemsa a la sangre fresca. Diluir la muestra con agua destilada y observarla inmediatamente.

¿Cuál es la finalidad principal de las tinciones como May-Grünwald-Giemsa o Giemsa en el estudio de sangre?. Aumentar el número de parásitos presentes en la preparación. Permitir la observación de estructuras internas de parásitos extracelulares y facilitar la diferenciación morfológica de los intracelulares. Evitar la hemólisis de la sangre durante la preparación. Sustituir el uso del microscopio de inmersión.

¿Cuál de las siguientes secuencias corresponde correctamente al protocolo de la tinción de May-Grünwald-Giemsa?. Fijación con metanol → May-Grünwald (3 min) → lavado → Giemsa al 50 % (12 min) → lavado, secado, montaje con DPX y observación. Giemsa al 50 % → fijación con metanol → lavado → May-Grünwald → observación. Fijación con alcohol-éter → Giemsa al 100 % → secado → montaje con xilol. May-Grünwald → lavado → metanol → Giemsa → observación inmediata sin secado.

¿Cuál es la principal aplicación diagnóstica del método de la fosfatasa ácida?. Identificar huevos de nematodos en muestras fecales. Diferenciar las microfilarias sanguíneas de los perros de los géneros Dirofilaria y Acanthocheilonema. Detectar protozoos intracelulares mediante tinción de Giemsa. Cuantificar la carga parasitaria en sangre mediante la cámara de McMaster.

Respecto a la preparación del sustrato utilizado en el método de la fosfatasa ácida, ¿Qué afirmación es correcta?. Puede prepararse varios días antes de su utilización sin perder estabilidad. Debe prepararse justo antes de su utilización y ajustarse a pH 5 con NaOH 0,1 N. Se conserva indefinidamente a temperatura ambiente una vez preparado. Debe ajustarse a pH 10 utilizando la solución tampón de glicina-NaOH.

Durante el protocolo de realización del método de la fosfatasa ácida, ¿Cuáles son las condiciones de incubación de las muestras con el sustrato?. 30 minutos a temperatura ambiente. 1 hora a 37 °C. 2 horas a 4 °C. 15 minutos a 56 °C.

¿Qué reactivo se emplea para teñir las preparaciones tras el lavado con agua destilada?. Reactivo II (Naphtol AS-TR-fosfato). Reactivo III (Pararosanilina). Reactivo V (verde de metilo al 1 %). Reactivo I (tampón acetato-veronal).

¿Cuál de las siguientes secuencias corresponde correctamente a las etapas finales del protocolo tras la incubación con el sustrato?. Lavar con agua destilada → teñir con Reactivo V → deshidratar con alcohol etílico al 95 % → lavar con xileno → montar la preparación. Deshidratar con alcohol → incubar → teñir → lavar con agua → montar. Teñir con Reactivo III → lavar con xileno → deshidratar → montar. Lavar con agua → fijar con metanol → teñir con Giemsa → montar.

¿Cuál es el motivo principal por el que, en el estudio parasitológico de las heces, se recurre con frecuencia a técnicas de concentración seguidas de tinción?. Porque todos los parásitos presentes en heces son ácido-alcohol resistentes. Porque la observación directa no siempre permite identificar correctamente los parásitos, especialmente los protozoos. Porque las tinciones eliminan la necesidad de utilizar el microscopio. Porque los huevos de helmintos únicamente pueden observarse tras una tinción.

Respecto a la solución de Lugol, ¿cuál de las siguientes afirmaciones es correcta?. Se utiliza principalmente para la detección de ooquistes de Cryptosporidium mediante fluorescencia. Los frotis se preparan mezclando una gota de la solución colorante con una pequeña muestra de heces. Requiere una incubación mínima de una hora antes de su observación. Está compuesta por fucsina básica, fenol y verde malaquita.

¿Para qué agente parasitario se recomienda especialmente la tinción con negro de clorazol?. Cryptosporidium spp. especialmente para la visualización de sus quistes. Dirofilaria spp. especialmente para la visualización de sus quistes. Giardia spp., especialmente para la visualización de sus quistes. Plasmodium spp. especialmente para la visualización de sus quistes.

¿Qué característica distingue la preparación del reactivo de negro de clorazol respecto a otras tinciones descritas?. Debe prepararse inmediatamente antes de su utilización. Los reactivos deben madurar entre 4 y 6 semanas y filtrarse antes de su uso. Debe mantenerse continuamente a 37 °C hasta su empleo. Solo puede utilizarse durante las primeras 24 horas tras su preparación.

¿Qué propiedad de los ooquistes de Cryptosporidium aprovecha la tinción de Ziehl-Neelsen modificada por Angus?. Su capacidad de emitir fluorescencia espontánea. Su carácter ácido-alcohol resistente. Su elevada afinidad por el yodo presente en el Lugol. Su capacidad de flotar en soluciones de alta densidad.

Respecto a otras técnicas para visualizar ooquistes de Cryptosporidium, ¿qué afirmación es correcta?. La tinción de Heine requiere un microscopio de fluorescencia, mientras que la de auramina-O necesita contraste de fases. Tanto la tinción de Heine como la de auramina-O pueden observarse con un microscopio óptico convencional. La tinción de Heine requiere un microscopio de contraste de fases, mientras que la tinción con auramina-O, muy sensible, necesita un microscopio de fluorescencia. Ambas técnicas se utilizan exclusivamente para la observación de quistes de Giardia.

¿Cuál es la secuencia correcta para el diagnóstico de microfilarias sanguíneas según el texto?. Método de la fosfatasa ácida → técnica de Knott → tinción de Giemsa. Técnica de Knott para concentrar las microfilarias y, una vez detectadas, método de la fosfatasa ácida para diferenciar género y especie. Técnica de Knott → cámara de McMaster → fosfatasa ácida. Gota gruesa → Ziehl-Neelsen → técnica de Knott.

¿Cuál de las siguientes opciones describe correctamente la técnica de Knott?. Mezclar 1 ml de sangre con 9 ml de formalina al 2 %, centrifugar 8 minutos a 1500 rpm, eliminar el sobrenadante, añadir azul de metileno al 0,1 % al sedimento y observar al microscopio. Mezclar sangre con metanol, centrifugar y teñir con Giemsa al 50 %. Mezclar 1 ml de sangre con solución salina, centrifugar a 3000 rpm y observar directamente. Mezclar sangre con alcohol al 70 %, centrifugar y teñir con verde malaquita.

¿Qué finalidad tiene la biopsia ganglionar?. Cuantificar la carga parasitaria de helmintos intestinales. Detectar Leishmania o Theileria, realizándose habitualmente sobre los ganglios poplíteo y preescapular. Diagnosticar exclusivamente microfilarias sanguíneas. Obtener médula ósea para la tinción de Ziehl-Neelsen.

¿Cuál es el lugar de elección para realizar una biopsia de médula ósea destinada al diagnóstico de Leishmania?. Ganglio poplíteo. Cresta ilíaca como primera elección. Segunda o tercera unión costocondral, siendo la cresta ilíaca una alternativa menos frecuente. Región perianal.

Tras obtener una muestra mediante biopsia ganglionar o de médula ósea, ¿qué procedimiento debe realizarse antes de su observación microscópica?. Conservar la muestra en alcohol al 70 % y observar directamente. Preparar un frotis, fijarlo y teñirlo, por ejemplo, mediante la técnica de May-Grünwald-Giemsa. Introducir la muestra en una cámara de McMaster para su recuento. Aplicar una tinción de Lugol y observar inmediatamente.

¿Cuál es el objetivo principal del examen de piel en parasitología?. Detectar exclusivamente parásitos internos mediante análisis de tejidos. Identificar ectoparásitos presentes en el pelaje, superficie cutánea o en el espesor de la piel. Determinar únicamente la presencia de bacterias y hongos cutáneos. Cuantificar la carga parasitaria mediante recuento de huevos en heces.

En el diagnóstico de sarna sarcóptica, ¿por qué es necesario realizar un raspado profundo hasta producir una erosión sangrante?. Porque Sarcoptes scabiei vive principalmente en la superficie del pelo. Porque los ácaros excavan galerías en zonas profundas de la piel, por lo que el raspado debe alcanzar la dermis para aumentar la probabilidad de encontrarlos. Porque la sangre facilita la flotación de los huevos del ácaro. Porque permite diferenciar Sarcoptes de Demodex mediante coloración.

¿Cuál es la finalidad de mantener las muestras de raspado en una placa de Petri a 37 °C durante 8 horas antes de observarlas con lupa?. Favorecer la reproducción de los ácaros presentes. Conseguir que los ácaros vivos se desplacen hacia la superficie de la muestra y puedan detectarse mediante estereomicroscopio. Eliminar los restos de epidermis que dificultan la observación. Activar la acción digestiva del hidróxido potásico.

¿Qué diferencia en la toma de muestras debe considerarse según el tipo de sarna sospechada?. En todas las sarnas debe realizarse siempre un raspado profundo hasta llegar a sangrado. En demodicosis se busca favorecer la salida del contenido folicular mediante presión de la piel; en sarna sarcóptica se realiza raspado profundo, mientras que en sarna corióptica, psoróptica y cheiletielosis se raspa preferentemente la periferia de la lesión. En demodicosis solo se utiliza una muestra de pelo sin piel. En sarna sarcóptica la muestra debe tomarse exclusivamente del centro de la lesión superficial.

Para la detección de parásitos en muestras de orina, ¿cuál es el procedimiento indicado según el texto?. Realizar directamente un frotis de orina sin ningún tratamiento previo. Centrifugar la muestra y estudiar el sedimento directamente o tras una tinción. Añadir solución de Lugol antes de centrifugar para concentrar los parásitos. Filtrar la muestra y observar únicamente el filtro al microscopio.

¿Cuál es el procedimiento habitual para el estudio parasitológico de exudados como secreciones vaginales, prepuciales o nasales?. Recogerlos en un tubo con anticoagulante y realizar un recuento celular. Obtenerlos mediante un hisopo, realizar extensiones sobre un portaobjetos y teñir antes de la observación microscópica cuando sea necesario. Centrifugarlos y estudiar exclusivamente el sobrenadante. Fijarlos en alcohol al 70 % durante 24 horas antes de preparar el frotis.

En la tinción con carmín acético de platelmintos, ¿cuál es el objetivo principal de la solución diferenciadora?. Fijar definitivamente el parásito antes de la tinción. Eliminar el exceso de colorante permitiendo visualizar correctamente las estructuras internas. Aclarar los nematodos antes de su montaje permanente. Sustituir la fase de deshidratación mediante alcoholes.

¿Cuál de las siguientes secuencias corresponde correctamente al protocolo de tinción con carmín acético para platelmintos?. Fijación en etanol 70 % → tinción 24 h → lavado con agua → solución diferenciadora → cadena ascendente de alcoholes → montaje. Tinción inmediata → fijación con xileno → lavado → montaje con DPX. Fijación en metanol → aclaración con lactofenol → tinción → observación directa. Lavado con agua → tinción breve → diferenciación → centrifugación del parásito.

¿Qué diferencia fundamental existe entre el estudio de nematodos y la tinción de platelmintos descrita?. Los nematodos requieren siempre tinción permanente con carmín acético. Los nematodos pueden observarse en fresco mediante montaje con agua o tras aclaramiento con lactofenol, siendo preparaciones no permanentes. Los platelmintos solo pueden estudiarse vivos sin fijación previa. Los nematodos necesitan obligatoriamente una cadena ascendente de alcoholes y xileno.

¿Cuál de las siguientes afirmaciones describe correctamente el significado de un resultado negativo en un examen coprológico?. Confirma siempre la ausencia de parasitación en el animal. Indica que el parásito no está presente, independientemente del momento del ciclo biológico. No descarta necesariamente una parasitosis, ya que influyen factores del parásito, hospedador y técnica utilizada. Solo puede ser negativo cuando la muestra ha sido recogida incorrectamente.

En el examen macroscópico de heces, ¿qué información aporta principalmente la observación de características como color, consistencia, mucus o sangre?. Permite identificar con seguridad la especie del parásito presente. Proporciona indicios orientativos sobre ciertos procesos parasitarios asociados a determinadas alteraciones fecales. Sustituye completamente al análisis microscópico. Permite realizar un recuento cuantitativo de huevos y ooquistes.

¿Cuál es la principal diferencia entre un análisis coprológico directo y uno indirecto?. El directo utiliza tinciones obligatoriamente, mientras que el indirecto observa las heces sin preparación. El directo busca formas parasitarias en una pequeña cantidad de muestra, mientras que el indirecto procesa previamente la muestra para concentrarlas. El directo solo sirve para helmintos adultos y el indirecto exclusivamente para protozoos. El indirecto se utiliza únicamente cuando la muestra contiene sangre visible.

En el examen coprológico directo, ¿qué procedimiento es adecuado para investigar protozoos móviles como Giardia o Chilomastix?. Mezclar una pequeña cantidad de heces con solución salina templada, preparar una capa fina y añadir una gota de Lugol cuando sea necesario. Centrifugar la muestra, eliminar el sedimento y observar únicamente el sobrenadante. Fijar la muestra con alcohol al 70 % y realizar una tinción permanente. Calentar la muestra hasta eliminar la humedad antes de colocar el cubreobjetos.

¿Cuál es el principal problema que presentan las heces de carnívoros y omnívoros en el diagnóstico parasitológico?. La ausencia casi total de formas parasitarias por efecto de la alimentación. La presencia abundante de restos de grasa que dificultan la identificación de los parásitos. La imposibilidad de realizar técnicas de concentración en este tipo de muestras. La destrucción de huevos y quistes por el pH fecal elevado.

¿Cuál es el fundamento principal de la técnica de Bailenger para concentrar formas parasitarias?. La diferencia de tamaño entre partículas fecales y parásitos mediante filtración. La separación de partículas según su equilibrio hidrófilo/lipófilo al estar en contacto con una fase acuosa y una fase lipófila no miscibles. La destrucción de restos fecales mediante calentamiento y posterior tinción. La flotación exclusiva de huevos gracias a soluciones de alta densidad.

En la técnica de Bailenger, ¿por qué se recomienda examinar varias preparaciones antes de emitir un diagnóstico negativo?. Porque los parásitos solo aparecen después de varias horas de incubación. Porque la técnica utiliza una pequeña cantidad de muestra y una única preparación podría no representar la presencia real de formas parasitarias. Porque las formas parasitarias se destruyen durante la sedimentación. Porque la técnica solo permite observar protozoos móviles.

En la técnica de Bailenger, ¿cuál es la finalidad principal de macerar las heces con una cantidad de solución tampón aproximadamente 10 veces superior al peso de la muestra?. Aumentar la densidad de los huevos para favorecer la flotación. Homogeneizar la muestra y permitir la separación posterior de las formas parasitarias mediante las fases de la técnica. Destruir los restos fecales lipídicos antes de la centrifugación. Fijar las formas parasitarias para su observación microscópica.

Tras la centrifugación en la técnica de Bailenger, ¿en qué zona del tubo se espera encontrar las formas parasitarias?. En la zona superior transparente donde se encuentra el éter y la grasa extraída. En la zona media oscura donde se acumulan los detritus lipofílicos. En la zona amplia verdosa correspondiente al tampón. En el fondo del tubo formando el sedimento.

¿Por qué se añade éter de petróleo o éter etílico antes de centrifugar en la técnica de Bailenger?. Porque, al ser más denso que el tampón, arrastra los parásitos hacia la superficie. Porque permite extraer grasas y separar componentes fecales según sus propiedades lipofílicas e hidrofílicas. Porque fija los huevos y quistes evitando su degradación. Porque aumenta la movilidad de las larvas presentes en la muestra.

¿Por qué puede ser necesario utilizar soluciones de flotación de elevada densidad específica en el estudio coprológico de carnívoros?. Porque todos los huevos de parásitos de carnívoros son más pequeños que los de otros animales. Porque algunas formas parasitarias, especialmente de cestodos y trematodos, presentan una elevada densidad que dificulta su flotación con soluciones convencionales. Porque las heces de carnívoros no permiten realizar técnicas de sedimentación. Porque estas soluciones destruyen los restos fecales que interfieren en el diagnóstico.

¿Cuál es una de las principales limitaciones del estudio coprológico de cestodos en carnívoros?. Los huevos de cestodos solo aparecen después de una tinción específica. Los proglotis pueden quedar retenidos en la gasa o filtro durante el procesado, reduciendo la presencia de huevos libres en la muestra analizada. Los cestodos adultos nunca eliminan formas parasitarias por las heces. Las técnicas coprológicas solo permiten detectar protozoos en carnívoros.

¿Cuál es la razón principal por la que las muestras fecales positivas de carnívoros deben quemarse y el material utilizado esterilizarse?. Para evitar la pérdida de estructuras parasitarias útiles para nuevos análisis. Porque pueden contener huevos de parásitos zoonóticos como Echinococcus granulosus, capaces de producir quistes hidatídicos en humanos. Porque los huevos de cestodos sobreviven únicamente si la muestra se congela. Porque las muestras positivas pierden su valor diagnóstico tras el análisis.

¿Cuál es el fundamento principal de las técnicas coprológicas de concentración por flotación?. Separar las formas parasitarias por su tamaño mediante filtración. Concentrar las formas parasitarias haciendo que floten en una solución con mayor densidad específica que ellas. Destruir las partículas fecales para observar únicamente los huevos. Sedimentar los parásitos mediante centrifugación en medios de baja densidad.

¿Por qué no deben utilizarse soluciones de flotación con una densidad excesivamente elevada?. Porque impedirían que los huevos y larvas parasitarias se mantuvieran visibles. Porque podrían deformar los huevos y favorecer la flotación de otras partículas sólidas presentes en las heces, dificultando la interpretación. Porque provocarían la destrucción inmediata de todas las formas parasitarias. Porque solo permitirían observar protozoos móviles.

¿Cuál de las siguientes asociaciones entre solución de flotación y densidad específica es correcta?. Solución de Sheather — δ = 1,27. Solución salina saturada — δ = 1,44. Yodomercuriato potásico — δ = 1,12 a 20 °C. Solución de Faust — δ = 1,05.

¿Qué grupo de formas parasitarias puede detectarse habitualmente mediante flotación convencional?. Huevos de trematodos y larvas de nematodos broncopulmonares principalmente. La mayoría de huevos y larvas de nematodos, ooquistes de coccidios y ocasionalmente huevos de algunos cestodos. Exclusivamente huevos de cestodos debido a su baja densidad. Únicamente protozoos móviles presentes en heces frescas.

¿Por qué algunas formas parasitarias requieren soluciones de muy alta densidad específica para su detección?. Porque presentan una densidad mayor y no flotan en soluciones convencionales, como ocurre con ciertos trematodos, cestodos y larvas de nematodos broncopulmonares. Porque las soluciones normales destruyen los huevos antes del análisis. Porque necesitan temperaturas elevadas para completar su desarrollo. Porque únicamente pueden observarse tras tinciones permanentes.

En la fase inicial de preparación de la muestra, ¿Cuál es el objetivo de añadir agua hasta alcanzar aproximadamente 10 veces el volumen inicial de heces?. Aumentar la densidad de las formas parasitarias para favorecer su sedimentación. Conseguir una suspensión homogénea que permita filtrar y procesar correctamente la muestra. Destruir las formas parasitarias sensibles al agua antes del análisis. Evitar la necesidad de centrifugación posterior.

Después de centrifugar la muestra durante la fase de preparación, ¿Qué procedimiento se realiza antes de iniciar la flotación?. Se elimina el sedimento y se conserva únicamente el sobrenadante. Se añade tinción al sobrenadante para identificar los huevos. Se elimina el sobrenadante y se resuspende el sedimento con solución de flotación. Se filtra de nuevo la muestra para eliminar todas las formas parasitarias.

¿Cuál es la finalidad de formar un menisco convexo al llenar los tubos con la solución de flotación?. Permitir que las formas parasitarias floten y entren en contacto con el cubreobjetos colocado sobre la superficie. Evitar que las formas parasitarias queden atrapadas en el fondo del tubo. Aumentar la velocidad de centrifugación durante la concentración. Impedir que los restos fecales se mezclen con el sedimento.

En la variante del método en la que no se utiliza cubreobjetos sobre el menisco, ¿cuál es la principal limitación?. No permite observar formas parasitarias al microscopio. No garantiza la recuperación de todas las formas parasitarias presentes en la muestra. Obliga a utilizar siempre tinciones permanentes. Impide realizar cualquier tipo de concentración previa.

Para realizar una cuantificación mediante cámara de McMaster tras el procedimiento de flotación, ¿qué factor es necesario conocer para calcular el número de formas parasitarias por gramo?. Únicamente el aumento del objetivo utilizado en el microscopio. La cantidad de heces analizada, el volumen final de solución de flotación y la capacidad conocida de la cámara de McMaster. Solo el número de huevos observados en una preparación directa. La densidad exacta del parásito independientemente del volumen analizado.

¿Cuál es el fundamento principal de la técnica de concentración por sedimentación?. Las formas parasitarias ascienden hacia la superficie por diferencia de densidad. Las formas parasitarias densas se depositan en el fondo de una suspensión fecal por acción de la gravedad. Los parásitos se separan por afinidad química con colorantes específicos. Los huevos y larvas se concentran mediante soluciones de alta densidad.

¿Para la detección de qué grupos parasitarios está especialmente indicada la técnica de sedimentación?. Huevos de trematodos y cestodos Pseudophyllidea, además de algunos quistes de protozoos. Huevos ligeros de nematodos y ooquistes de coccidios principalmente. Únicamente larvas de nematodos broncopulmonares. Microfilarias sanguíneas y protozoos móviles.

¿Cuál es una de las principales limitaciones de la técnica de sedimentación?. No permite observar ninguna forma parasitaria al microscopio. Requiere soluciones de flotación muy concentradas que deforman los huevos. Es lenta y consigue una concentración parasitaria relativamente baja. Solo puede aplicarse a muestras líquidas recién recogidas.

Durante el protocolo de sedimentación, ¿por qué se realizan varios lavados sucesivos eliminando el sobrenadante y añadiendo agua limpia?. Para aumentar la cantidad de restos fecales y facilitar la observación. Para limpiar progresivamente la muestra hasta obtener un sobrenadante más claro y concentrar las formas parasitarias en el sedimento. Para destruir las formas vegetativas de protozoos. Para conseguir que los huevos floten antes del análisis.

En la técnica de sedimentación, ¿por qué un resultado negativo no debe considerarse definitivo aunque se hayan estudiado varias preparaciones?. Porque las formas parasitarias pueden no estar uniformemente distribuidas y la concentración obtenida puede ser baja. Porque el microscopio no permite observar huevos de trematodos. Porque los huevos desaparecen tras los lavados. Porque el agua utilizada destruye todos los parásitos.

¿Qué ventaja aporta sustituir las copas de sedimentación por tubos de centrífuga?. Permite acelerar el proceso mediante centrifugación, reduciendo el tiempo necesario para concentrar el sedimento. Evita completamente la necesidad de observar al microscopio. Permite utilizar soluciones de flotación de mayor densidad. Incrementa exclusivamente la movilidad de las larvas parasitarias.

¿Cuál es la función del azul de metileno o verde malaquita añadidos al agua de lavado?. Teñir específicamente los huevos parasitarios para aumentar su tamaño. Marcar los restos vegetales presentes en las heces, facilitando la localización de las formas parasitarias que no se tiñen. Fijar las formas parasitarias para realizar una tinción permanente. Aumentar la densidad del sedimento para mejorar la sedimentación.

¿Cuál es el fundamento principal de la técnica de Baermann para la detección de larvas?. La flotación de las larvas en soluciones de elevada densidad específica. El hidrotropismo de las larvas vivas, que abandonan las heces en presencia de agua y se concentran por sedimentación. La destrucción de restos fecales mediante agentes químicos para liberar larvas. La sedimentación espontánea de todos los huevos presentes en la muestra.

¿Por qué es especialmente importante que las heces utilizadas en la técnica de Baermann procedan directamente del recto?. Para evitar que las larvas mueran durante la recogida. Para impedir confundir larvas parasitarias con nematodos de vida libre presentes en el ambiente. Porque las larvas solo aparecen en heces recién expulsadas. Porque permite aumentar la cantidad de muestra analizada.

En el aparato de Baermann, ¿cuál es la finalidad de mantener la muestra cubierta con agua templada durante 6-12 horas?. Favorecer que las larvas vivas migren desde la materia fecal hacia el agua y se acumulen en el líquido inferior. Conseguir que los huevos eclosionen rápidamente antes del análisis. Aumentar la densidad del agua para provocar flotación larvaria. Fijar las larvas para su posterior tinción.

Tras centrifugar el líquido recogido del aparato de Baermann, ¿dónde se encuentran concentradas las larvas?. En el sobrenadante superior del tubo. En la interfase entre el agua y los restos fecales. En el fondo del tubo formando el sedimento. Adheridas a las paredes del tubo de centrífuga.

¿Qué diferencia fundamental existe entre el análisis cuantitativo y cualitativo de la técnica de Baermann?. El cuantitativo identifica especies y el cualitativo mide únicamente el tamaño larvario. El cuantitativo determina la carga larvaria por gramo de heces mediante recuento, mientras que el cualitativo solo determina presencia o ausencia. El cuantitativo se realiza sin microscopio y el cualitativo requiere centrifugación. El cuantitativo utiliza tinciones obligatoriamente y el cualitativo no permite observar larvas.